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La conservation des collections en fluide

Approche historique et conservatoire
Marc Herbin

Abstracts

The conservation of collections held in fluids, a conservational and historical approach

Knowledge of the history of collections held in fluids is very important, as it enables researchers to determine with chemicals were used at the time of the original conservation. It is hence possible to know whether the pieces were fixed or simply immersed into a preservative, which will be insufficient to prevent deterioration and the eventual disappearance of the collection. This will also facilitate the measures necessarily taken to protect specific cases before any intervention takes place.

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Full text

Tous mes sincères remerciements à mes collègues Céline Bens, Tarik Afoukati et Jean-Guy Meignan pour leur travail précis et minutieux dans la collection anatomique en fluide du MNHN de Paris.

Introduction

1 Pour bien aborder la conservation des collections en fluide, il faut suivre le cheminement de la pensée sur la conservation au cours des siècles. Si aux premiers jours des cabinets de curiosités la finalité était de présenter le mieux possible certaines curiosités de la nature, cette pensée va évoluer au cours des années vers une réflexion sur la pérennisation des spécimens au sein des collections. Cette volonté de conserver l'apparence des spécimens évoluera vers le développement de recherches poussées sur une meilleure fixation desdits spécimens. Le but sera non seulement de conserver l'apparence externe des organismes ou organes, mais aussi de fixer les tissus et leurs structures pour pouvoir les étudier par la suite. La plupart de ces recherches ont été intimement liées aux avancées des méthodes d'enseignement de l'anatomie et aux progrès dans le domaine de la chimie. Outre cet aspect épistémologique nécessaire à la compréhension de l'évolution de la conservation, il est important de garder à l'esprit qu'à une époque donnée était utilisée une certaine gamme de solutions conservatrices et pas une autre. Ainsi, lors d'une intervention sur une collection en fluide, le restaurateur pourra, en fonction de l'ancienneté de celle-ci, s'attendre à trouver un certain nombre de constituants chimiques dont il pourra et saura se prémunir avant et pendant son intervention.

Historique

2 La conservation des collections a de tout temps posé un problème aux personnes qui étaient chargées de veiller sur elles. Jusqu'au xviisiècle, la plupart des pièces sont sèches, il s'agit essentiellement de squelettes, de taxidermie, de pièces desséchées, et de moulages. Les exemplaires qui sont conservés en fluide ne sont pas durablement présentables et se dégradent plus ou moins rapidement, mais inévitablement. En effet les spécimens collectés puis conservés ne subissent aucun traitement et sont, pour la plupart simplement plongés dans une solution de conservation. Entre 1660 et 1662, le chimiste et physicien Robert Boyle (1627-1691) est le premier à faire des recherches sur l'utilisation de l'esprit-de-vin pour la conservation des collections d'Histoire naturelle (down, 1989). Le naturaliste John Woodward (1665-1728) est le premier à publier un inventaire sur des collections faisant état de spécimens en fluide (Sedgwick Museum). Mais c'est sans aucun doute Frederik Ruysch, médecin anatomiste hollandais (1638-1731), qui révolutionne le monde de la conservation avec ses travaux sur les solutions conservatrices (1679-1717) et la mise au point d'une solution de conservation spécialement adaptée pour la présentation d'organismes (vertébrés et invertébrés) au public. Il constitue et présente ainsi dans son cabinet de curiosités une collection anatomique en fluide qui attire toutes les têtes couronnées d'Europe. En 1717, le tsar Pierre le Grand (1672-1725) achète d'ailleurs ce cabinet pour la somme de 3 000 florins, afin de le présenter dans son palais. La préparation de cette solution de conservation reste longtemps secrète, et ne sera publiée que bien plus tard par Louis Jean-Marie Daubenton (1716-1800), garde du Cabinet du roi (1745-1793). Cette solution se composait d'un mélange de poivre noir, de cardamome, de clous de girofle, le tout étant mélangé dans l'esprit de vin. Ensuite du camphre était suspendu au-dessus de cette première solution qui était ensuite distillée pour obtenir celle utilisée finalement pour fixer et conserver les spécimens. Cependant, cette solution ne permit pas de conserver tous les spécimens présentés dans le cabinet du tsar, et l'ensemble des dioramas ne survécurent pas à leur créateur, alors que d'autres spécimens sont toujours en bon état dans les collections en fluide de Saint-Pétersbourg.

Fig. 1 Exemples de cabinets de curiosités

Fig. 1 Exemples de cabinets de curiosités

À gauche : Cabinet du roi au Jardin des Plantes de Paris, 1749. À droite : Cabinet de curiosités de Ruysch et exemples de spécimens conservés dans la solution de Ruysch.

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3 Malgré l'engouement pour les présentations et la conservation des pièces exposées dans ce cabinet de curiosités, un très grand nombre de cabinets d'Histoire naturelle reste attaché à l'utilisation de l'esprit de vin (éthanol, méthanol) ou à d'autres alcools de type alimentaire comme le whisky, le gin, l'arak, le rhum, ou encore le brandy (down, 1989). À ce titre, le naturaliste américain William Bartram (1739-1823) fait remarquer dans l'un de ses cahiers de bord (1773-1791) qu'« un marin pouvait jeter les spécimens par-dessus bord et boire la solution de conservation ». À la même époque, Louis Jean-Marie Daubenton est chargé par Georges Buffon de la garde du Cabinet d'Histoire naturelle du jardin du roi. À ce titre, il se charge d'accroître les collections, mais aussi d'entreprendre des travaux sur la conservation des spécimens. En 1749 le seul conservateur utilisé au jardin du roi est l'esprit de vin, et les spécimens sont présentés dans des jarres en verre soufflé. Cependant, outre les alcools, il existe d'autres solutions qui sont utilisées pour retarder la putréfaction des corps et qui sont principalement utilisées pour l'embaumement des cadavres dans les écoles de médecine. Ces solutions à base de chlorure de cuivre ou de chlorure de mercure, appelées plus couramment sublimés corrosifs, retardent la décomposition et repoussent la vermine, mais altèrent l'aspect extérieur du spécimen (forme et couleur). Entre la fin du xviiie et le début du xixsiècle, d'autres composants sont ajoutés aux solutions de conservation afin d'en accroître leurs propriétés répulsives. Ainsi Giuseppe Tranchina et Jules Mure, vers 1836, décrivent leur procédé pour l'embaumement des cadavres et utilisent pour cela l'acide arsénieux en suspension dans l'alcool. Cependant, au vu de la composition de ces solutions, elles demeurent très dangereuses à l'utilisation, et en 1860 Dominique Suquet met en avant l'utilisation d'une solution à base de chlorure de zinc. Elle permet une meilleure fixation, mais n'assure toujours pas une fixation en profondeur des tissus. Le processus ne consiste en effet qu'à une dénaturation des protéines et n'empêche donc pas leurs dégradations à plus ou moins long terme. Le tournant des techniques de conservation se situe à la fin du xixe siècle avec la découverte du formaldéhyde par Alexandre Boutlerov en 1859, puis avec son identification formelle en 1863 par August Wilhelm von Hofmann. C'est le biologiste et chimiste Auguste Trillat (1861-1944) qui, entre 1888 et 1891, étudiera les propriétés conservatives de ce nouveau produit chimique, à partir duquel il inventera le formol dont il établira le procédé de production industrielle. Cette solution est en fait un mélange aqueux de formaldéhyde, d'eau et d'alcool. En 1891, il décrit l'intérêt du formol pour conserver les pièces anatomiques et dépose un brevet en ce sens. C'est enfin le chimiste allemand Ferdinand Blum qui, entre 1893et 1913, identifiera les propriétés chimiques du formaldéhyde. Les qualités conservatoires des solutions à base de formaldéhyde et leurs emplois pour la fixation des spécimens dans les collections anatomiques seront largement étudiés par Henri Neuville de 1896 à 1937. C'est donc à partir de cette époque que se mettra en place une dichotomie dans les techniques de conservation des collections, avec une étape de fixation, utilisant le plus souvent une solution formolée et visant à fixer les tissus des spécimens, puis une étape de conservation durant laquelle le spécimen est transféré dans une solution qui assurera sa conservation et le préservera des infestations (voir plus bas la partie « solution de conservation »). Ce liquide conservateur pourra être renouvelé en fonction de son état. Ce n'est donc qu'à partir de la fin du xixe siècle que la solution de conservation dans laquelle est immergé le spécimen pourra être totalement différente de la solution initiale de fixation.

4 Au xxie siècle, les solutions à base de formaldéhyde, ou plus généralement d'aldéhyde, sont maintenant reconnues pour être les seules solutions capables de fixer à long terme toutes sortes de tissus. Mais, même si ces solutions fixatives et conservatives sont maintenant dénuées de produits tels que le mercure ou l'arsenic, elles ne sont pas pour autant sans danger et doivent être utilisées avec précaution (voir plus bas).

Fig. 2 Exemples de spécimens du muséum national d’Histoire naturelle, Paris

Fig. 2 Exemples de spécimens du muséum national d’Histoire naturelle, Paris

De gauche à droite : Spécimens conservés dans une solution de formaldéhyde (4 %), dans de l’alcool (60 %) et dans la solution de conservation de Kaïserling modifiée

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Les fluides en conservation

  • 1  La dangerosité de chaque produit sera présentée dans un paragraphe séparé.

5 Comme nous l'avons vu dans la partie historique, la conservation en fluide1 nécessite que les spécimens soient préalablement fixés, par une solution de fixation, puis qu'ils soient transférés, pour être conservés dans une solution de conservation.

Les solutions de fixation

  • 2  En chimie, une liaison covalente est une liaison chimique dans laquelle chacun des atomes liés met (...)

6 La fixation est le traitement chimique des tissus pratiqué pour empêcher l’autolyse (la dégradation des protéines en acides aminés) et pour coaguler le contenu cellulaire en substances insolubles (humason, 1962 ; fink et al., 1979). Une vraie fixation consiste ainsi en la formation de liaisons covalentes2 pour lier les molécules composant les tissus (stoddart, 1989).

  • 3  Le formol tamponné est un acide faible partiellement ionisé en équilibre qui résiste au changement (...)

7 Les fixateurs ou solutions de fixation sont généralement acides et possèdent la propriété de hâter la précipitation des protéines cellulaires (quay, 1974). Ces solutions de fixation sont toutes réalisées à partir d'un ou de plusieurs aldéhydes plus ou moins dilués, elles doivent être le plus souvent tamponnées3 pour éviter qu'elles ne deviennent trop acides et qu'elles ne dégradent par la suite les spécimens.

  • 4  Une solution neutralisée n'est ni acide ni basique, l'acide réagira avec la base pour donner un se (...)
  • 5  4 g de NaH2PO4H2O, + 6 g de Na2HPO4 par litre de solution de formaldéhyde à 3,7 % (quay, 1974).

8 Les solutions de fixation les plus utilisées pour les collections d'Histoire naturelle sont sans nul doute celles à base de formaldéhyde ou formol. Les aldéhydes en général créent des ponts intra- et intermoléculaires, ce qui immobilise les molécules. Il faut cependant faire la distinction entre le formaldéhyde (CH2O appelé aussi méthanal), qui est un composé pur, et le formol, qui est un mélange de formaldéhyde polymérisé contenant à l'état « pur » 37 % de formaldéhyde, et de 6 à 15 % de méthanol. Cette distinction est importante, car les solutions de formol traditionnel à 10 %, obtenues par dilution de 1/9 de formol, ne sont en fait que des solutions aqueuses de formaldéhyde à 3,7 % (concentration classique pour la fixation de tissus organiques par perfusion). L'inconvénient de ce produit est qu'il peut s'oxyder facilement en acide formique. Pour éviter cette transformation il convient de neutraliser4 la solution avec du carbonate de calcium (CaCO3) ou du borate de sodium (Na2B4O–10H20) (à saturation), mais cette méthode n'est pas fiable sur le long terme (smith, 1947 ; dingerkus, 1982 ; jones et owen, 1987). Une autre possibilité couramment utilisée en biologie est de tamponner la solution avec du tampon phosphate (NaH2PO4H2O + Na2HPO4)5. À cette solution tamponnée, on peut ajouter du sel de mer (chlorure de sodium) pour les spécimens issus du milieu marin.

9  Dans certains cas la solution de fixation peut contenir un autre aldéhyde (dialdéhyde), le glutaraldéhyde (C5H8O2) qui accentue la fixation des tissus. Il présente une plus longue chaîne moléculaire que le formaldéhyde. Il a un grand pouvoir de fixation et doit être utilisé dilué (1 – 2,5%) et peut aussi être mélangé avec le formaldéhyde. Tout comme le formaldéhyde, il doit être neutralisé avant emploi. L'inconvénient majeur est qu'il n'est utilisable que sur de petits spécimens, car son pouvoir de pénétration est faible et ne se limite qu'aux couches superficielles. Par contre, la fixation est tellement forte que les spécimens fixés ainsi deviennent extrêmement rigides.

10 Un grand nombre d'autres solutions à base de formaldéhyde ont été utilisées au cours du xxsiècle, mais je n'en détaillerai que deux autres ici : la solution de fixation de Kaïserling, et la solution ou liquide de Bouin (bien connue des anatomo-histologistes). La solution de fixation de Kaïserling (ou solution de Kaïserling I) est composée d'un mélange de formaldéhyde à 40 % neutralisée (400 ml), d'acétate de potassium (60 mg), de nitrate de potassium (30 mg) et d'eau distillée (2 l). Le liquide de Bouin est un fixateur qui a été largement employé pour fixer les tissus animaux et végétaux. Il se présente sous la forme d'un liquide jaune vif qui persiste dans les préparations fixées par ce liquide. Cette couleur particulière est due à la présence d'acide picrique (75 %) qui est ajouté au formaldéhyde à 37 % (20 %) et à de l'acide acétique glacial (5 %). Il va sans dire que la préparation et l'utilisation de cette solution nécessitent de grandes précautions étant donné la dangerosité des constituants.

11Enfin, il est important de rappeler que les alcools et leurs dérivés ne sont en aucun cas des fixateurs. Ils peuvent être considérés comme des pseudo-fixateurs, en ce sens qu’ils agissent en désordonnant les protéines et en altérant les patrons de liaisons hydrogènes. En fait l'alcool est un agent chimique déshydratant qui dénature la structure tertiaire des protéines. Par conséquent, ils ne forment jamais de liaisons covalentes, comme le font les solutions à base d'aldéhydes (stoddart, 1989).

Les solutions de conservation

12 La solution de conservation doit stabiliser l’état du spécimen et le conserver dans l’apparence et la forme de la vie. Elle doit ainsi le protéger de l’autolyse, des agents de dégradation et de la déshydratation ; enfin, elle doit minimiser les rétrécissements et les gonflements (romero-sierre et webb, 1983). De même, les fluides conservateurs présentent l’avantage de protéger les spécimens des agents biologiques (germes, bactéries, champignons…) et physiques de destruction, tout en les conservant utilisables pour la recherche, l’exposition, ou dans un but éducatif (simmons, 1995). Du fait des multiples usages des spécimens préservés et de la variété des organismes conservés en fluide, un grand nombre de solutions de conservation sont utilisées. Il peut s'agir de solutions à base de formaldéhyde, de glycérol, ou des solutions d'alcools, mais il en existe bien d'autres propres aux institutions et aux spécimens conservés.

13Les solutions à base de formaldéhyde peuvent aussi être utilisées comme solutions de conservation. Elles contiennent généralement autour de 4 % de formaldéhyde (dilution de 6 à 10 % de formol) et doivent être tamponnées pour éviter l'apparition d'acide formique qui pourrait endommager le spécimen (voir plus haut). À long terme, ce type de solution engendre une décalcification des pièces squelettiques et une forte atténuation des couleurs. Enfin, certaines études rapportent que le formol peut se polymériser à basse température, la solution prenant alors un aspect laiteux. Du point de vue de l'utilisation des collections en recherche, il faut remarquer que la conservation des spécimens dans un aldéhyde peut fortement diminuer la capacité d'extraction des acides nucléiques (goebel et simmons, 1993).

  • 6  Selon le nombre d’atomes d’hydrogène attachés à l’atome de carbone portant le groupe hydroxyle.

14 Les solutions de conservation traditionnelles pour la majorité des spécimens en fluide sont les alcools. En fonction du type d'alcool et de sa dilution, la solution de conservation n'aura pas les mêmes propriétés. L'effet germicide, indispensable à la conservation à long terme, est plus important dans les alcools à haut poids moléculaire, ainsi l’éthanol sera plus efficace que le méthanol, et l’isopropanol le sera plus que l’éthanol. Les alcools ont tendance à dissoudre les lipides présents dans les spécimens. Mais cette capacité à extraire les lipides sera différente selon qu'il s'agisse d'alcools primaires (Iaire), secondaires (IIaire) ou tertiaires (IIIaire)6. De façon générale, les alcools peuvent à long terme devenir acides, et cette acidification du milieu peut provenir de la dissociation des lipides (extraits du spécimen) en acides gras, ou/et de l'oxydation du formaldéhyde (ayant servi à la fixation) en acide formique (dingerkus, 1982).

15L'alcool éthylique ou éthanol (CH– CHOH) est un alcool primaire, l'un des plus anciens conservateurs utilisés dans les collections, le fameux esprit de vin des anciens. Cet alcool est généralement dilué à des concentrations allant de 45 à 60 % par volume. Il peut dans certains cas (exemption de taxes) être dénaturé par l'ajout de méthanol, d'iode ou de pyridine (solvant basique polaire). La présence d'iode pourra à long terme modifier l'aspect du spécimen en le jaunissant, mais l'action de la pyridine dans les collections n'a par contre pas été étudiée. Il faudra veiller à maintenir la concentration de la solution qui a tendance à diminuer au cours du temps (oxydation incomplète avec dégagement de CO2 et d'eau). Les tissus des spécimens conservés dans l'éthanol perdent de leur souplesse et finissent par rigidifier l'ensemble. Le méthanol (CH– OH), appelé aussi « alcool de bois », est parfois utilisé pour la conservation, mais ce n'est pas un bon conservateur. En effet, sa capacité de pénétration est assez faible et les tissus profonds ne sont pas bien conservés.

16 L'isopropanol (CH– CH(OH) – CH3) est un alcool secondaire, qui peut être utilisé en conservation à des concentrations de 45 à 50 %, mais il est assez difficile à diluer (fink et al., 1979). Il présente de nombreux inconvénients, car il entraîne une forte décoloration des spécimens et un important ramollissement des os (steedman, 1976). Si sa concentration descend à moins de 40 %, le spécimen peut se dégrader totalement (fink et al., 1979).

  • 7  50 ml de formaldéhyde, 1,5 kg d'acétate de potassium, 3 l de glycérol, 9 l d'eau distillée, quelqu (...)
  • 8  900 g d'acétate de potassium, 6 l d'eau distillée, 3,6 l de glycérol et quelques cristaux de thymo (...)

17 Le glycérol ou glycérine (C3H8O3) est un polyalcool qui est utilisé depuis assez longtemps et entre dans la composition de solutions de conservation des invertébrés (cnidaires). Il peut néanmoins être utilisé pur. Ainsi, les spécimens clarifiés et colorés doivent impérativement être conservés dans la glycérine pour conserver leur transparence et leurs couleurs. Il faut cependant faire attention avec ce produit, car, s'il est un bon conservateur, il n'a aucune propriété antifongique, et il faudra veiller aux contaminations ou ajouter un antifongique (thymol, voir plus bas). Cet inconvénient disparaît lorsque le glycérol est utilisé avec d'autres produits (alcool, formol). La solution de conservation de Kaïserling (aussi appelée solution de Kaïserling III) est un mélange de formaldéhyde à 40 % (neutralisé au carbonate de calcium), d'acétate de potassium, d'eau distillée, de glycérol et de thymol7. Il faut ajuster le pH à 8 avec de la soude molaire (40 mg/l d'eau). Cette solution est un excellent conservateur, mais présente cependant encore du formaldéhyde. Par conséquent une autre solution issue de la solution de Kaïserling III a été établie et ne présente plus de formaldéhyde8. Elle semble être le meilleur compromis qui ne présente aucun produit dangereux et est un excellent conservateur. Cette solution légèrement jaune (en fonction de la quantité de thymol ajoutée) est utilisée depuis au moins 1967 dans les collections du musée Dupuytren (Paris), et aucune dégradation des spécimens n'a été observée.

18 Dans certains cas, les phénols sont utilisés dans l'élaboration de solutions conservatrices. Ils sont d'excellents bactéricides et antifongiques, mais n'ont par contre aucune propriété fixative (steedman, 1976) et ne stoppent pas l'autolyse lorsqu'elle est initiée. Ils ne peuvent donc être utilisés que dans des solutions de post-fixation (lincoln et sheals, 1979), mais restent inappropriés à la conservation de longue durée (crimmen, 1989).

Les transferts entre fluides

19 Au cours de la vie d'une collection humide, à un moment ou à un autre, il sera nécessaire de changer le spécimen de solution. Le premier changement peut se produire juste après la fixation, si le conservateur n'est pas le même que le fixateur. Très longtemps, il a été d’usage de rincer ou de tremper les spécimens dans l’eau pour ôter l’excès de fixateur avant de les plonger dans la solution de conservation (simmons, 1991). Cependant, la réintroduction d’eau dans les tissus peut rompre les liaisons covalentes établies lors de la fixation et ainsi ré-induire un processus de biodégradation. Pour éviter ce phénomène, le rinçage doit donc être réalisé et répété une ou deux fois avec la future solution de conservation diluée (simmons, 1987). De la même façon, lors des renouvellements des solutions de conservation, le fait de changer de solution peut engendrer de forts changements dans la solution en matière de pH et de pression osmotique. En effet, le changement de pression osmotique peut provoquer soit le gonflement soit à l'inverse la rétractation des tissus, ce qui entraîne immanquablement la rupture des tissus (steedman, 1976). Par conséquent, si la solution initiale n'est ni contaminée ni salie, on pourra se poser la question de savoir si on complète simplement la solution ou si on remplace totalement la solution initiale. En effet, la plupart du temps le spécimen a atteint un équilibre dans son milieu et un renouvellement complet peut potentiellement rompre cet équilibre et être dommageable pour le spécimen. L'idéal est donc de mesurer le pH de l'ancienne solution et s'il est neutre (entre 6,5 et 8), de compléter la solution de conservation avec une nouvelle plus concentrée (si besoin est) pour ramener la solution à la concentration requise. Si ce n'est pas le cas, il faudra veiller à neutraliser la solution initiale avant de compléter avec une solution neuve. Il est parfois plus simple dans ce cas de remplacer totalement la solution. Néanmoins, il faut dans tous les cas surveiller le devenir de chaque spécimen après le changement du fluide dans lequel il se trouvait.

Les éléments interagissant avec les fluides

Les contenants : jarres, flûtes, bocaux et fûts

20 En règle générale, le contenant (et sa fermeture) ne doit pas être sensible au liquide conservateur et doit rester étanche afin de préserver le(s) spécimen(s) contenu(s). Leur taille et leur forme dépend de plusieurs facteurs : de l'époque, de la finalité de la collection et bien sûr de la taille du ou des spécimen(s) contenu(s). Depuis plus de trois siècles, pour des raisons de commodité et d'esthétisme, ces contenants sont le plus souvent en verre. Si les verres actuels au borosilicate sont quasiment inaltérables et n'interagissent pas avec les fluides, les anciens verres faits à partir de chaux et de soude peuvent être sensibles aux conditions climatiques (simmons, 1995). Pour identifier ces verres anciens il suffit de les éclairer avec une lampe ultraviolette et ils fluoresceront en jaune-vert. Si c'est le cas, ces verres peuvent être sensibles aux variations de température et d'humidité, et dans certaines conditions favorables, des micro-organismes pourront se développer sur les parois du contenant et ainsi accélérer sa détérioration (simmons, 1995). Ces contenants devront donc être surveillés pour éviter leur détérioration et celle de leur contenu. D'autres matériaux ont été utilisés comme les jarres en grès ou en terre cuite, assez résistantes, mais peu pratiques pour surveiller le contenu. Pour les spécimens de moyenne à très grande taille, ils peuvent être conservés dans des contenants en polypropylène ou en acier inoxydable pour les plus grands.

  • 9  Fermeture d'une flûte ou d'un bocal à l'aide d'un joint.

21 Pour les collections liées à la recherche et dont les spécimens doivent souvent être consultés (extractions régulières), il faut veiller à ce que l'ouverture et la fermeture soient aisées et toujours étanches. On préférera dans ce cas des contenants avec des couvercles à pas de vis ou des bocaux clipsables utilisés généralement pour les conserves alimentaires. Dans ce dernier cas les joints sont adaptés à la solution de conservation et ne s'altèrent pas avec le temps. Par contre, pour les autres collections ne nécessitant pas une ouverture régulière, la qualité du lutage9 et son étanchéité sont primordiales. Dans les collections anciennes le joint peut être constitué de cire à cacheter ou de cire de bougie, de bitume, de résine végétale, de paraffine ou d'un mélange des deux derniers composants. Il peut aussi avoir été réalisé avec des mastics de vitrier à base d'huile de lin ou, dans le cas des contenants à bouchon en verre à bords érodés, l'étanchéité pouvait être assurée avec un corps gras (vaseline). Parfois, pour compléter l'étanchéité, le couvercle pouvait être recouvert avec une vessie de porc, qui pouvait être elle-même recouverte d'une feuille d'étain ou de plomb. D'autres pouvaient être recouverts par une pièce de parchemin. Actuellement, les joints sont réalisés avec du silicone, qui est ensuite lissé sur le couvercle pour assurer une bonne étanchéité et être le plus discret possible lorsque la pièce est exposée.

Fig. 3 Exemples de contenants

Fig. 3 Exemples de contenants

À gauche : Anciens contenants : jarre en grès utilisée entre le xixe et le début du xxsiècle, lutage de bocal à la feuille d’étain, bitumage de bouchon de liège. À droite : nouveaux contenants : bocal type « Le Parfait » avec joint en PER, lutage de flûte au silicone sanitaire.

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Les identifiants

22 Le dernier élément qui peut interagir avec le fluide et le spécimen est l'étiquette identifiant le spécimen (ou le numéro d'inventaire). Pour certaines collections, l'identifiant est fixé à l'extérieur du contenant, et dans ce cas il peut subir les effets du temps et des altérations dues à l'environnement. Pour d'autres, il y a une répétition de cet identifiant à l'intérieur du contenant qui peut donc réagir avec la solution de conservation. Ces étiquettes en parchemin, en métal (plomb, étain) pour les collections anciennes, sont ensuite en papier voire en plastique pour les collections plus récentes. En règle générale, les informations sont écrites à la mine de plomb ou avec des encres qui ne réagissent ni avec la solution ni avec la lumière, cela afin de maintenir visibles les renseignements se rapportant au spécimen.

La manipulation et les précautions à prendre avec les fluides de conservation

23 Les fluides de conservation (fixateur et conservateur) ne sont pas des produits sans danger et par conséquent il faut prendre certaines précautions lors de leur manipulation. Ainsi en fonction des produits en présence (à remplacer ou à renouveler), il faudra suivre les mesures réglementaires pour la prévention des risques chimiques. Par exemple, l'utilisation d'aldéhyde impliquera de suivre une série de mesures préventives liées à l'utilisation de produits CMR (cancérogène, mutagène, reprotoxique). La législation sur l'utilisation de ces produits est accessible dans le Journal officiel et le Bulletin officiel10, et les fiches détaillées de prévention des risques sont disponibles sur de nombreux sites internet comme celui de l'Institut national de recherche et de sécurité11. Ces précautions sont indispensables et doivent être suivies afin d'éviter de porter atteinte à la santé de l'utilisateur, mais aussi de son environnement. C'est pourquoi, avant toute manipulation de collections en fluide, il faudra connaître l'historique de la collection afin de déterminer au mieux les produits chimiques ayant pu être utilisés, et ainsi prendre les dispositions nécessaires.

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Notes

1  La dangerosité de chaque produit sera présentée dans un paragraphe séparé.

2  En chimie, une liaison covalente est une liaison chimique dans laquelle chacun des atomes liés met en commun un électron d'une de ses couches externes afin de former un doublet d'électrons liant les deux atomes. C'est une des forces qui produit l'attraction mutuelle entre atomes.

3  Le formol tamponné est un acide faible partiellement ionisé en équilibre qui résiste au changement de pH (daintith, 1990).

4  Une solution neutralisée n'est ni acide ni basique, l'acide réagira avec la base pour donner un sel et de l'eau (simmons, 1995).

5  4 g de NaH2PO4H2O, + 6 g de Na2HPO4 par litre de solution de formaldéhyde à 3,7 % (quay, 1974).

6  Selon le nombre d’atomes d’hydrogène attachés à l’atome de carbone portant le groupe hydroxyle.

7  50 ml de formaldéhyde, 1,5 kg d'acétate de potassium, 3 l de glycérol, 9 l d'eau distillée, quelques cristaux de thymol.

8  900 g d'acétate de potassium, 6 l d'eau distillée, 3,6 l de glycérol et quelques cristaux de thymol. Le pH doit aussi être ajusté, comme dans la solution de Kaïserling III.

9  Fermeture d'une flûte ou d'un bocal à l'aide d'un joint.

10  Par exemple pour les CMR regarder le Bulletin officiel n°40 du 4 novembre 2010.

11  Institut national de recherche et de sécurité http://www.inrs.fr/accueil/risques/chimiques

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List of illustrations

Title Fig. 1 Exemples de cabinets de curiosités
Caption À gauche : Cabinet du roi au Jardin des Plantes de Paris, 1749. À droite : Cabinet de curiosités de Ruysch et exemples de spécimens conservés dans la solution de Ruysch.
Credits © Droits réservés
URL http://ceroart.revues.org/docannexe/image/3432/img-1.jpg
File image/jpeg, 152k
Title Fig. 2 Exemples de spécimens du muséum national d’Histoire naturelle, Paris
Caption De gauche à droite : Spécimens conservés dans une solution de formaldéhyde (4 %), dans de l’alcool (60 %) et dans la solution de conservation de Kaïserling modifiée
Credits © Droits réservés.
URL http://ceroart.revues.org/docannexe/image/3432/img-2.jpg
File image/jpeg, 72k
Title Fig. 3 Exemples de contenants
Caption À gauche : Anciens contenants : jarre en grès utilisée entre le xixe et le début du xxsiècle, lutage de bocal à la feuille d’étain, bitumage de bouchon de liège. À droite : nouveaux contenants : bocal type « Le Parfait » avec joint en PER, lutage de flûte au silicone sanitaire.
URL http://ceroart.revues.org/docannexe/image/3432/img-3.jpg
File image/jpeg, 55k
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References

Electronic reference

Marc Herbin, « La conservation des collections en fluide », CeROArt [Online], HS | 2013, Online since 18 August 2013, connection on 20 August 2017. URL : http://ceroart.revues.org/3432

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About the author

Marc Herbin

Marc Herbin est chargé de conservation des Collections anatomiques en fluide et des lames histologiques d'anatomie comparée au muséum national d'Histoire naturelle de Paris. A notamment publié : « La collection des pièces anatomiques en fluides du Muséum National d’Histoire Naturelle de Paris », Musées & collections publiques de France, n° 259, 2010.

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